苦马豆素诱导A549细胞和Eca-109细胞凋亡的信号转导通路研究

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苦马豆素(1,2,8-trihyroxyindolizidine,swainsonine,SW)是从豆科黄芪属(Astrgalus)和棘豆属(Oxytropis)植物中分离得到的一种吲哚兹定生物碱,能够在体内外抑制多种肿瘤细胞的生长,但其作用机制尚不清楚。许多化疗药物抑制肿瘤细胞生长是通过诱导肿瘤细胞凋亡来实现的,因此,研究肿瘤细胞凋亡信号转导通路,探索药物的抑瘤机制,已成为现代生物学研究的热点。本论文以人肺癌A549细胞和食管癌Eca-109细胞为研究对象,对SW在体外诱导细胞凋亡的情况和诱导凋亡的信号转导通路进行了研究,并复制了A549细胞Eca-109细胞裸鼠移植瘤模型,研究了SW在体内抑制肿瘤生长作用及机制。研究得到如下结果:1. MTT检测结果显示,SW能够在体外剂量依赖性抑制人肺癌细胞系A549,Calu-3,H1299,SPC-A-1细胞和食管癌细胞系Eca-109,TE-1,TE-10细胞生长,且对肺癌细胞的生长抑制作用比对食管癌更强。表明SW对不同组织来源的肿瘤细胞的敏感性存在一定差异。2.以A549细胞和Eca-109细胞为模型,对SW体外诱导细胞凋亡进行了研究。琼脂糖凝胶电泳显示,12μM的SW处理A549细胞24h或58μM的SW处理Eca-109细胞48h,基因组DNA被切断成180~200bp整数倍大小的片段;DAPI和AO/EB荧光染色显示,SW处理的细胞发生染色质凝聚、核固缩等凋亡特征性现象;电子显微镜观察到SW处理的细胞发生皱缩变圆、体积变小、表面微绒毛消失、核固缩、细胞内出现空泡、细胞膜内陷包裹细胞内容物形成凋亡小体的现象;Annexin V-FITC/PI双荧光染色流式细胞术检测显示,随着SW处理剂量的增加或处理时间的延长,细胞凋亡率逐渐升高,呈现出一定的剂量和时间依赖性关系,表明SW是通过诱导细胞凋亡抑制A549细胞和Eca-109细胞生长。3.以12μM的SW处理A549细胞0~24h或58μM的SW处理Eca-109细胞0~48h,Caspase活性检测试验和Western blot检测结果均显示,SW处理能够时间依赖性激活Caspase-9和Caspase-3,而对Caspase-8的活性没有显著影响;广谱Caspase抑制剂,Caspase-9和Caspase-3的特异性抑制剂均能够抑制SW的凋亡诱导作用,显著降低细胞凋亡率,表明SW诱导的细胞凋亡依赖于Caspase-9/-3级联活化。SW处理对Fas,FasL的表达量没有明显影响,表明SW诱导的细胞凋亡不激活Fas/FasL/Caspase-8通路。Real-time qPCR和Western blot检测结果显示,SW处理能够上调促凋亡的Bax,下调抑制凋亡的Bcl-2,增加Bax/Bcl-2的比率,促进Bax从细胞浆向线粒体转位。JC-1染色、流式细胞术检测显示,随着Bax从细胞浆向线粒体转位,线粒体膜电位(mitochondrialmembrane potential,Δψm)去极化的细胞比率逐渐增加,提示SW是通过调节Bax和Bcl-2的表达影响线粒体的功能。进一步研究显示,线粒体中促凋亡分子细胞色素(ccytochromec,Cyt c)在SW作用下从线粒体释放到细胞浆中,在细胞浆中与凋亡蛋白酶激活因子1(apoptotic protease activating factor1,Apaf-1)和Caspase-9酶原结合为凋亡体(apoptosome),进而活化Caspase-9/-3级联反应,Caspase-3作为SW诱导细胞凋亡的主要执行分子对细胞内成分如多聚ADP核糖聚合酶(polyADP ribose polymerase,PARP等进行广泛降解,最终导致细胞凋亡。本研究未检测到线粒体第二激活因子(mitochondrial second mitochondrial-derived activator of caspase,Smac)和凋亡诱导因子(apoptosis inducing factor,AIF)伴随Cyt c释放出线粒体。SW处理具有野生型p53的A549细胞能够显著上调p53mRNA水平,明显增加p53蛋白含量,并在一定程度上促进p53蛋白磷酸化。但是,SW似乎并不能显著影响p53的转录活性。p53抑制剂pifithrin-α不能显著降低SW诱导的细胞凋亡率,表明在SW诱导的细胞凋亡过程中,p53可能不是以激活或抑制某些凋亡相关基因表达的方式发挥调控作用。4.胸腺缺陷型BALB/c nu/nu裸小鼠接种A549细胞或Eca-109细胞,复制荷瘤小鼠模型,以剂量为1mg/kg/d和2.5mg/kg/d的SW灌胃治疗。在灌胃15d时开始观察到SW对A549细胞移植性肿瘤块生长的显著抑制作用,25d开始观察到对Eca-109细胞移植性肿瘤块生长的显著抑制作用。分别在灌胃15d和35d处死A549细胞荷瘤小鼠和Eca-109细胞荷瘤小鼠,取出肿瘤组织进行检测。结果发现,与对照组相比,灌胃SW能够显著降低移植性肿瘤块的湿重,表明SW能够抑制A549和Eca-109移植性肿瘤块在小鼠体内的生长速度。肿瘤组织学检测显示,SW治疗组移植性肿瘤组织变得较为疏松,部分肿瘤细胞核碎裂,组织间有一定量的巨噬细胞和中性粒细胞浸润,与对照组肿瘤组织细胞旺盛生长的状态有明显的差异。TUNEL染色检查发现,SW治疗组肿瘤组织均出现TUNEL阳性染色的凋亡细胞,且凋亡细胞数目随SW灌胃剂量加大而增多,表明SW也能在体内诱导肿瘤细胞凋亡。免疫组织化学染色和Western blot检测结果均显示,灌胃SW可上调移植性肿瘤中Bax、下调Bcl-2的表达,同时促进Bax和Cyt c在移植性肿瘤细胞胞浆与线粒体之间的互相转位,表明线粒体通路在SW体内诱导细胞凋亡过程中被激活,提示SW在体内和体外诱导细胞肿瘤凋亡的机制一致。对SW灌胃的荷瘤小鼠主要脏器进行病理学观察的结果表明,SW对小鼠小脑、心、肺、脾等不产生明显的组织病理学变化,但高剂量SW能够引起肝和肾发生轻微组织病理学变化。本论文首次阐明SW是通过激活细胞线粒体信号转导通路诱导A549细胞和Eca-109细胞发生凋亡,从而抑制其在体内外生长。研究结果将为进一步揭示SW的抑瘤机理和研发SW成为肿瘤治疗药物奠定基础。
摘要第6-8页
ABSTRACT第8-10页
前言第14-15页
文献综述第15-37页
    第一章 几类常见天然产物诱导细胞凋亡研究概况第15-32页
        1.1 关于细胞凋亡第15-21页
            1.1.1 凋亡与坏死第15-16页
            1.1.2 哺乳动物细胞凋亡的重要调控分子第16-19页
            1.1.3 细胞凋亡的基本信号转导通路第19-21页
        1.2 几类天然产物诱导细胞凋亡研究概况第21-31页
            1.2.1 生物碱类第21-24页
            1.2.2 黄酮类第24-27页
            1.2.3 萜类第27-28页
            1.2.4 多糖类第28页
            1.2.5 皂苷类第28-29页
            1.2.6 多肽类第29-30页
            1.2.7 醌类第30页
            1.2.8 其他天然产物第30-31页
        1.3 小结与展望第31-32页
    第二章 苦马豆素抑制肿瘤作用研究现状第32-37页
        2.1 SW 的毒性和抗肿瘤作用第32-33页
        2.2 SW 的体内抗肿瘤作用第33页
        2.3 SW 抑制肿瘤细胞转移和生长的机制第33-36页
            2.3.1 SW 改变肿瘤细胞表面糖基结构第33-34页
            2.3.2 SW 增强机体抗肿瘤免疫作用第34-35页
            2.3.3 SW 对抗肿瘤药物的协同作用第35页
            2.3.4 SW 诱导细胞凋亡作用第35-36页
        2.4 小结与展望第36-37页
试验研究第37-83页
    第三章 苦马豆素诱导 A549 细胞和 Eca-109 凋亡试验第37-50页
        3.1 材料第37-39页
            3.1.1 SW 和细胞株第37页
            3.1.2 主要试剂第37页
            3.1.3 试验所用溶液及其配制第37-39页
            3.1.4 主要仪器第39页
        3.2 方法第39-40页
            3.2.1 细胞培养第39页
            3.2.2 MTT第39页
            3.2.3 DAPI 染色第39页
            3.2.4 AO/EB 染色第39-40页
            3.2.5 透射电镜观察第40页
            3.2.6 扫描电镜观察第40页
            3.2.7 DNA 片段化分析第40页
            3.2.8 流式细胞术检测第40页
        3.3 结果第40-48页
            3.3.1 SW 对细胞的生长抑制作用第40-42页
            3.3.2 SW 对细胞的诱导凋亡作用第42-44页
            3.3.3 SW 诱导细胞凋亡的形态学观察第44-45页
            3.3.4 Annxin V-FITC/PI 双染流式细胞术定量测定细胞凋亡第45-48页
        3.4 讨论第48-49页
        3.5 小结第49-50页
    第四章 苦马豆素诱导 A549 细胞和 Eca-109 细胞凋亡的信号转导通路研究第50-71页
        4.1 材料第50-52页
            4.1.1 主要试剂第50页
            4.1.2 试验所用溶液及其配制第50-52页
            4.1.3 主要仪器第52页
        4.2 方法第52-56页
            4.2.0 BCA 法测定蛋白质浓度第52-53页
            4.2.1 Caspase-8,-9,-3 的活性测定第53页
            4.2.2 线粒体膜电位检测第53页
            4.2.3 Western blot 检测第53-54页
            4.2.4 Real-time qPCR 检测第54-55页
            4.2.5 p53 转录活性检测第55-56页
            4.2.6 抑制试验第56页
            4.2.7 统计学分析第56页
        4.3 结果第56-66页
            4.3.1 Caspase 级联反应在 SW 诱导细胞凋亡中的作用第56-59页
            4.3.2 SW 对 Bcl-2 家族蛋白表达的影响第59-63页
            4.3.3 SW 对线粒体通路激活作用第63-65页
            4.3.4 p53 在 SW 诱导细胞凋亡中作用第65-66页
        4.4 讨论第66-70页
        4.5 小结第70-71页
    第五章 苦马豆素对 A549 和 Eca-109 裸鼠移植瘤的凋亡诱导作用第71-83页
        5.1 材料第71-72页
            5.1.1 主要试剂第71页
            5.1.2 实验动物第71页
            5.1.3 试验所用溶液及其配制第71-72页
            5.1.4 主要仪器第72页
        5.2 方法第72-74页
            5.2.1 A549 细胞和 Eca-109 细胞的接种和荷瘤小鼠的处理第72页
            5.2.2 组织病理学检测第72页
            5.2.3 TUNEL 染色第72-73页
            5.2.4 免疫组织化学染色第73页
            5.2.5 Western blot 检测第73-74页
            5.2.6 统计学分析第74页
        5.3 结果第74-80页
            5.3.1 SW 对荷瘤小鼠移植性肿瘤生长的影响第74页
            5.3.2 SW 对荷瘤小鼠肿瘤组织湿重的影响第74-75页
            5.3.3 SW 在体内诱导肿瘤细胞凋亡作用第75页
            5.3.4 荷瘤小鼠主要组织器官的病理学检测第75-80页
        5.4 讨论第80-82页
        5.5 小结第82-83页
结论与创新点第83-85页
参考文献第85-98页
主要缩略词和中英文对照表第98-100页
致谢第100-101页
作者简介第101-102页
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