苦马豆素诱导A549细胞和Eca-109细胞凋亡的信号转导通路研究
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苦马豆素(1,2,8-trihyroxyindolizidine,swainsonine,SW)是从豆科黄芪属(Astrgalus)和棘豆属(Oxytropis)植物中分离得到的一种吲哚兹定生物碱,能够在体内外抑制多种肿瘤细胞的生长,但其作用机制尚不清楚。许多化疗药物抑制肿瘤细胞生长是通过诱导肿瘤细胞凋亡来实现的,因此,研究肿瘤细胞凋亡信号转导通路,探索药物的抑瘤机制,已成为现代生物学研究的热点。本论文以人肺癌A549细胞和食管癌Eca-109细胞为研究对象,对SW在体外诱导细胞凋亡的情况和诱导凋亡的信号转导通路进行了研究,并复制了A549细胞Eca-109细胞裸鼠移植瘤模型,研究了SW在体内抑制肿瘤生长作用及机制。研究得到如下结果:1. MTT检测结果显示,SW能够在体外剂量依赖性抑制人肺癌细胞系A549,Calu-3,H1299,SPC-A-1细胞和食管癌细胞系Eca-109,TE-1,TE-10细胞生长,且对肺癌细胞的生长抑制作用比对食管癌更强。表明SW对不同组织来源的肿瘤细胞的敏感性存在一定差异。2.以A549细胞和Eca-109细胞为模型,对SW体外诱导细胞凋亡进行了研究。琼脂糖凝胶电泳显示,12μM的SW处理A549细胞24h或58μM的SW处理Eca-109细胞48h,基因组DNA被切断成180~200bp整数倍大小的片段;DAPI和AO/EB荧光染色显示,SW处理的细胞发生染色质凝聚、核固缩等凋亡特征性现象;电子显微镜观察到SW处理的细胞发生皱缩变圆、体积变小、表面微绒毛消失、核固缩、细胞内出现空泡、细胞膜内陷包裹细胞内容物形成凋亡小体的现象;Annexin V-FITC/PI双荧光染色流式细胞术检测显示,随着SW处理剂量的增加或处理时间的延长,细胞凋亡率逐渐升高,呈现出一定的剂量和时间依赖性关系,表明SW是通过诱导细胞凋亡抑制A549细胞和Eca-109细胞生长。3.以12μM的SW处理A549细胞0~24h或58μM的SW处理Eca-109细胞0~48h,Caspase活性检测试验和Western blot检测结果均显示,SW处理能够时间依赖性激活Caspase-9和Caspase-3,而对Caspase-8的活性没有显著影响;广谱Caspase抑制剂,Caspase-9和Caspase-3的特异性抑制剂均能够抑制SW的凋亡诱导作用,显著降低细胞凋亡率,表明SW诱导的细胞凋亡依赖于Caspase-9/-3级联活化。SW处理对Fas,FasL的表达量没有明显影响,表明SW诱导的细胞凋亡不激活Fas/FasL/Caspase-8通路。Real-time qPCR和Western blot检测结果显示,SW处理能够上调促凋亡的Bax,下调抑制凋亡的Bcl-2,增加Bax/Bcl-2的比率,促进Bax从细胞浆向线粒体转位。JC-1染色、流式细胞术检测显示,随着Bax从细胞浆向线粒体转位,线粒体膜电位(mitochondrialmembrane potential,Δψm)去极化的细胞比率逐渐增加,提示SW是通过调节Bax和Bcl-2的表达影响线粒体的功能。进一步研究显示,线粒体中促凋亡分子细胞色素(ccytochromec,Cyt c)在SW作用下从线粒体释放到细胞浆中,在细胞浆中与凋亡蛋白酶激活因子1(apoptotic protease activating factor1,Apaf-1)和Caspase-9酶原结合为凋亡体(apoptosome),进而活化Caspase-9/-3级联反应,Caspase-3作为SW诱导细胞凋亡的主要执行分子对细胞内成分如多聚ADP核糖聚合酶(polyADP ribose polymerase,PARP等进行广泛降解,最终导致细胞凋亡。本研究未检测到线粒体第二激活因子(mitochondrial second mitochondrial-derived activator of caspase,Smac)和凋亡诱导因子(apoptosis inducing factor,AIF)伴随Cyt c释放出线粒体。SW处理具有野生型p53的A549细胞能够显著上调p53mRNA水平,明显增加p53蛋白含量,并在一定程度上促进p53蛋白磷酸化。但是,SW似乎并不能显著影响p53的转录活性。p53抑制剂pifithrin-α不能显著降低SW诱导的细胞凋亡率,表明在SW诱导的细胞凋亡过程中,p53可能不是以激活或抑制某些凋亡相关基因表达的方式发挥调控作用。4.胸腺缺陷型BALB/c nu/nu裸小鼠接种A549细胞或Eca-109细胞,复制荷瘤小鼠模型,以剂量为1mg/kg/d和2.5mg/kg/d的SW灌胃治疗。在灌胃15d时开始观察到SW对A549细胞移植性肿瘤块生长的显著抑制作用,25d开始观察到对Eca-109细胞移植性肿瘤块生长的显著抑制作用。分别在灌胃15d和35d处死A549细胞荷瘤小鼠和Eca-109细胞荷瘤小鼠,取出肿瘤组织进行检测。结果发现,与对照组相比,灌胃SW能够显著降低移植性肿瘤块的湿重,表明SW能够抑制A549和Eca-109移植性肿瘤块在小鼠体内的生长速度。肿瘤组织学检测显示,SW治疗组移植性肿瘤组织变得较为疏松,部分肿瘤细胞核碎裂,组织间有一定量的巨噬细胞和中性粒细胞浸润,与对照组肿瘤组织细胞旺盛生长的状态有明显的差异。TUNEL染色检查发现,SW治疗组肿瘤组织均出现TUNEL阳性染色的凋亡细胞,且凋亡细胞数目随SW灌胃剂量加大而增多,表明SW也能在体内诱导肿瘤细胞凋亡。免疫组织化学染色和Western blot检测结果均显示,灌胃SW可上调移植性肿瘤中Bax、下调Bcl-2的表达,同时促进Bax和Cyt c在移植性肿瘤细胞胞浆与线粒体之间的互相转位,表明线粒体通路在SW体内诱导细胞凋亡过程中被激活,提示SW在体内和体外诱导细胞肿瘤凋亡的机制一致。对SW灌胃的荷瘤小鼠主要脏器进行病理学观察的结果表明,SW对小鼠小脑、心、肺、脾等不产生明显的组织病理学变化,但高剂量SW能够引起肝和肾发生轻微组织病理学变化。本论文首次阐明SW是通过激活细胞线粒体信号转导通路诱导A549细胞和Eca-109细胞发生凋亡,从而抑制其在体内外生长。研究结果将为进一步揭示SW的抑瘤机理和研发SW成为肿瘤治疗药物奠定基础。
摘要 | 第6-8页 |
ABSTRACT | 第8-10页 |
前言 | 第14-15页 |
文献综述 | 第15-37页 |
第一章 几类常见天然产物诱导细胞凋亡研究概况 | 第15-32页 |
1.1 关于细胞凋亡 | 第15-21页 |
1.1.1 凋亡与坏死 | 第15-16页 |
1.1.2 哺乳动物细胞凋亡的重要调控分子 | 第16-19页 |
1.1.3 细胞凋亡的基本信号转导通路 | 第19-21页 |
1.2 几类天然产物诱导细胞凋亡研究概况 | 第21-31页 |
1.2.1 生物碱类 | 第21-24页 |
1.2.2 黄酮类 | 第24-27页 |
1.2.3 萜类 | 第27-28页 |
1.2.4 多糖类 | 第28页 |
1.2.5 皂苷类 | 第28-29页 |
1.2.6 多肽类 | 第29-30页 |
1.2.7 醌类 | 第30页 |
1.2.8 其他天然产物 | 第30-31页 |
1.3 小结与展望 | 第31-32页 |
第二章 苦马豆素抑制肿瘤作用研究现状 | 第32-37页 |
2.1 SW 的毒性和抗肿瘤作用 | 第32-33页 |
2.2 SW 的体内抗肿瘤作用 | 第33页 |
2.3 SW 抑制肿瘤细胞转移和生长的机制 | 第33-36页 |
2.3.1 SW 改变肿瘤细胞表面糖基结构 | 第33-34页 |
2.3.2 SW 增强机体抗肿瘤免疫作用 | 第34-35页 |
2.3.3 SW 对抗肿瘤药物的协同作用 | 第35页 |
2.3.4 SW 诱导细胞凋亡作用 | 第35-36页 |
2.4 小结与展望 | 第36-37页 |
试验研究 | 第37-83页 |
第三章 苦马豆素诱导 A549 细胞和 Eca-109 凋亡试验 | 第37-50页 |
3.1 材料 | 第37-39页 |
3.1.1 SW 和细胞株 | 第37页 |
3.1.2 主要试剂 | 第37页 |
3.1.3 试验所用溶液及其配制 | 第37-39页 |
3.1.4 主要仪器 | 第39页 |
3.2 方法 | 第39-40页 |
3.2.1 细胞培养 | 第39页 |
3.2.2 MTT | 第39页 |
3.2.3 DAPI 染色 | 第39页 |
3.2.4 AO/EB 染色 | 第39-40页 |
3.2.5 透射电镜观察 | 第40页 |
3.2.6 扫描电镜观察 | 第40页 |
3.2.7 DNA 片段化分析 | 第40页 |
3.2.8 流式细胞术检测 | 第40页 |
3.3 结果 | 第40-48页 |
3.3.1 SW 对细胞的生长抑制作用 | 第40-42页 |
3.3.2 SW 对细胞的诱导凋亡作用 | 第42-44页 |
3.3.3 SW 诱导细胞凋亡的形态学观察 | 第44-45页 |
3.3.4 Annxin V-FITC/PI 双染流式细胞术定量测定细胞凋亡 | 第45-48页 |
3.4 讨论 | 第48-49页 |
3.5 小结 | 第49-50页 |
第四章 苦马豆素诱导 A549 细胞和 Eca-109 细胞凋亡的信号转导通路研究 | 第50-71页 |
4.1 材料 | 第50-52页 |
4.1.1 主要试剂 | 第50页 |
4.1.2 试验所用溶液及其配制 | 第50-52页 |
4.1.3 主要仪器 | 第52页 |
4.2 方法 | 第52-56页 |
4.2.0 BCA 法测定蛋白质浓度 | 第52-53页 |
4.2.1 Caspase-8,-9,-3 的活性测定 | 第53页 |
4.2.2 线粒体膜电位检测 | 第53页 |
4.2.3 Western blot 检测 | 第53-54页 |
4.2.4 Real-time qPCR 检测 | 第54-55页 |
4.2.5 p53 转录活性检测 | 第55-56页 |
4.2.6 抑制试验 | 第56页 |
4.2.7 统计学分析 | 第56页 |
4.3 结果 | 第56-66页 |
4.3.1 Caspase 级联反应在 SW 诱导细胞凋亡中的作用 | 第56-59页 |
4.3.2 SW 对 Bcl-2 家族蛋白表达的影响 | 第59-63页 |
4.3.3 SW 对线粒体通路激活作用 | 第63-65页 |
4.3.4 p53 在 SW 诱导细胞凋亡中作用 | 第65-66页 |
4.4 讨论 | 第66-70页 |
4.5 小结 | 第70-71页 |
第五章 苦马豆素对 A549 和 Eca-109 裸鼠移植瘤的凋亡诱导作用 | 第71-83页 |
5.1 材料 | 第71-72页 |
5.1.1 主要试剂 | 第71页 |
5.1.2 实验动物 | 第71页 |
5.1.3 试验所用溶液及其配制 | 第71-72页 |
5.1.4 主要仪器 | 第72页 |
5.2 方法 | 第72-74页 |
5.2.1 A549 细胞和 Eca-109 细胞的接种和荷瘤小鼠的处理 | 第72页 |
5.2.2 组织病理学检测 | 第72页 |
5.2.3 TUNEL 染色 | 第72-73页 |
5.2.4 免疫组织化学染色 | 第73页 |
5.2.5 Western blot 检测 | 第73-74页 |
5.2.6 统计学分析 | 第74页 |
5.3 结果 | 第74-80页 |
5.3.1 SW 对荷瘤小鼠移植性肿瘤生长的影响 | 第74页 |
5.3.2 SW 对荷瘤小鼠肿瘤组织湿重的影响 | 第74-75页 |
5.3.3 SW 在体内诱导肿瘤细胞凋亡作用 | 第75页 |
5.3.4 荷瘤小鼠主要组织器官的病理学检测 | 第75-80页 |
5.4 讨论 | 第80-82页 |
5.5 小结 | 第82-83页 |
结论与创新点 | 第83-85页 |
参考文献 | 第85-98页 |
主要缩略词和中英文对照表 | 第98-100页 |
致谢 | 第100-101页 |
作者简介 | 第101-102页 |
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