微流控细胞芯片实现肿瘤细胞捕获及药物筛选的实验研究
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微流控芯片技术应用于细胞研究具有高通量、高效率、对细胞破坏小、与生理环境相似程度高等优势。目前,大量研究报道了微流控芯片技术在细胞分选、培养、基于细胞水平药物筛选等方面的应用,特别是在CTCs检测及生物学研究方面,微流控芯片技术已经成为一种富有前景的分析工具。但是相关研究在细胞选择性、捕获效率、操作集成度、检测灵敏度等方面仍存在不足,不能满足含量极少的CTCs的临床研究,该研究的发展还有赖于微流控芯片技术的不断改进。主要研究工作及成果如下:1、设计并制作用于肿瘤细胞捕获及药物筛选的微流控细胞芯片。在综述国内外研究现状的基础上,基于微流控芯片分析技术和MEMS加工工艺,自行设计并制作含阵列微磁柱和集成6×6阵列微腔的细胞芯片。含阵列微磁柱细胞芯片中微磁柱可以产生高磁场力,并能有效增大接触面积,实现对磁性颗粒的高效捕获;6×6阵列的圆形腔体能够实现梯度浓度药物的高通量筛选。2、基于内吞法和免疫法对Hep-G2细胞进行磁标记,采用含阵列微磁柱细胞芯片,实现细胞混悬液中磁标记细胞的分离捕获。在细胞磁标记实验中优化了磁珠用量(0.2mg)、孵育时间(胞吞法6h,免疫法30min)等因素。分别采用含阵列微磁柱细胞芯片对内吞法制备的DCIONP-HepG2细胞(DCIONP,葡聚糖包裹超顺磁性Fe3O4纳米颗粒)和免疫法制备的IMBs-HepG2细胞(IMBs,免疫磁珠)进行分离捕获:进样流速为25μL/min,对DCIONP-HepG2细胞的捕获率为71%±5.57,而对血细胞的捕获率仅为7.33%±4.51,对肿瘤细胞的特异性捕获率为65.67%±2.89,而对血细胞的非特异性捕获率为7.1%±0.83,干扰较小。当血细胞浓度为100个/mL时,对DCIONP-HepG2细胞的检测限为5个/mL,对IMBs-HepG2细胞的检测限为8个/mL;当血细胞浓度为1000个/mL时,对DCIONP-HepG2细胞的检测限为8个/mL,对IMBs-HepG2细胞的检测限为10个/mL。总之,含阵列微磁柱细胞芯片中微磁柱可以产生高磁场力,并能有效增大接触面积,以低浓度肝癌细胞Hep-G2为样本,开展Hep-G2磁标记和片上捕获研究,可实现癌细胞Hep-G2特异性捕获,这为微流控细胞芯片应用于CTCs水平奠定了前期实验基础。3、采用集成6×6阵列微腔细胞芯片,开展天然产物提取物香柑内酯对肝癌细胞Hep-G2生长影响的测试,用以对具有抗肿瘤活性药物实现药效的初步筛选。利用该芯片系统成功实现了肝癌细胞Hep-G2连续72h的片上培养,台盼蓝染色实验显示细胞存活率达到90%以上。以系列浓度的香柑内酯处理细胞12~48h,CFSE染色后,采用原位荧光检测方法对细胞活性进行定性及定量检测。与对照组相比,实验组腔体中细胞较为稀疏,细胞间隙大,部分细胞变圆,体积变小,甚至于脱落,随培养基的更替流出腔体。因此香柑内酯能有效抑制人肝癌细胞Hep-G2的增殖,且呈浓度-时间依赖性,半数抑制浓度IC50约为47.5μmol/L。结果与常规实验平台MTT法检测结果具有很好的相符性,显示了所构建的微流控细胞芯片分析系统在细胞培养及药物筛选研究中的可行性。
摘要 | 第3-5页 |
Abstract | 第5-6页 |
1 绪论 | 第9-24页 |
1.1 引言 | 第9页 |
1.2 基于微流控芯片的细胞分离和捕获方法 | 第9-18页 |
1.2.1 机械操控分离法 | 第9-11页 |
1.2.2 电诱导操控分离法 | 第11页 |
1.2.3 磁操控分离法 | 第11-18页 |
1.3 基于微流控细胞芯片的细胞培养及药物筛选 | 第18-22页 |
1.3.1 微流体驱动方式 | 第18-19页 |
1.3.2 检测方法 | 第19-20页 |
1.3.3 细胞培养方式 | 第20-21页 |
1.3.4 基于微流控芯片技术的药物筛选研究 | 第21-22页 |
1.4 本文研究目标和研究内容 | 第22-24页 |
2 微流控细胞芯片设计及芯片分析系统构建 | 第24-34页 |
2.1 引言 | 第24页 |
2.2 芯片设计 | 第24-25页 |
2.2.1 芯片材料选择 | 第24页 |
2.2.2 含阵列微磁柱细胞芯片设计 | 第24-25页 |
2.2.3 集成6×6阵列微腔细胞芯片设计 | 第25页 |
2.3 芯片制作 | 第25-28页 |
2.3.1 玻璃基片加工流程 | 第25-26页 |
2.3.2 PDMS盖片制作 | 第26-28页 |
2.3.3 PDMS-玻璃可逆键合制备微流控细胞芯片 | 第28页 |
2.4 微流控细胞芯片分析系统构建 | 第28-29页 |
2.5 细胞芯片性能测试 | 第29-33页 |
2.5.1 阵列微磁柱对磁珠分布状况的影响 | 第29-31页 |
2.5.2 6×6阵列微腔内细胞的分布状况 | 第31-33页 |
2.6 本章小结 | 第33-34页 |
3 微流控细胞芯片对磁标记细胞的捕获研究 | 第34-47页 |
3.1 引言 | 第34页 |
3.2 实验部分 | 第34-38页 |
3.2.1 仪器与设备 | 第34页 |
3.2.2 试剂 | 第34-35页 |
3.2.3 样本 | 第35页 |
3.2.4 采用内吞法对Hep-G2细胞进行磁标记 | 第35-36页 |
3.2.5 采用免疫法法对Hep-G2细胞进行磁标记 | 第36-37页 |
3.2.6 从血细胞中分离捕获磁标记HepG2细胞的研究 | 第37-38页 |
3.3 结果与讨论 | 第38-45页 |
3.3.1 采用内吞法对Hep-G2细胞进行磁标记 | 第38-40页 |
3.3.2 采用内吞法对Hep-G2细胞进行磁标记 | 第40-42页 |
3.3.3 从血细胞混悬液中进行磁标记HepG2细胞分离捕获的研究 | 第42-45页 |
3.4 本章小结 | 第45-47页 |
4 微流控细胞芯片用于细胞培养及药物筛选研究 | 第47-54页 |
4.1 引言 | 第47页 |
4.2 实验部分 | 第47-49页 |
4.2.1 仪器与设备 | 第47页 |
4.2.2 药品与试剂 | 第47-48页 |
4.2.3 溶液配制及样本制备 | 第48页 |
4.2.4 实验方法 | 第48-49页 |
4.2.5 统计分析 | 第49页 |
4.3 结果与讨论 | 第49-52页 |
4.3.1 肿瘤细胞培养 | 第49-50页 |
4.3.2 HepG2细胞的生长曲线测试 | 第50-51页 |
4.3.3 香柑内酯对HepG2细胞的毒性测试 | 第51-52页 |
4.4 本章小结 | 第52-54页 |
5 结论与展望 | 第54-56页 |
5.1 结论 | 第54-55页 |
5.2 展望 | 第55-56页 |
致谢 | 第56-57页 |
参考文献 | 第57-62页 |
附录 | 第62页 |
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